【摘要】： 免疫系統(tǒng)是機體的重要防御系統(tǒng),通過識別自我和異己,產(chǎn)生免疫應答,發(fā)揮防御、監(jiān)視和免疫自穩(wěn)功能。免疫細胞的發(fā)育、活化和效應發(fā)揮分別處于初級、次級、終末淋巴器官以及局部組織中,這些組織器官的結(jié)構(gòu)、脈管系統(tǒng)以及氧供應都不同,其中也包括一些深度缺氧組織,例如腫瘤、皮膚創(chuàng)傷以及一些末梢循環(huán)的局部微環(huán)境。在局部,免疫細胞對氧壓變化的適應是其發(fā)揮免疫功能清除入侵病原體的重要保證。樹突狀細胞(dendritic cell, DC)是機體特異性免疫應答的起始細胞,可以有效的捕獲抗原、處理并將抗原提呈給抗原特異性的T淋巴細胞,激發(fā)特異性免疫應答。DC細胞功能的正常發(fā)揮是機體實現(xiàn)正常免疫功能,防御危險、維持自身穩(wěn)定的重要保障。近年研究發(fā)現(xiàn),DC在多種具有局部低氧特征疾病的發(fā)生中發(fā)揮作用。如實體腫瘤的局部低氧條件,可能參與誘導大量的耐受性DC,與機體對腫瘤的免疫耐受機制產(chǎn)生有關(guān)；動脈硬化斑塊、類風濕關(guān)節(jié)炎局部聚集DC的活性及功能變化影響疾病的發(fā)展和預后。而盡管腫瘤抗原負載的DC疫苗(21 kPa氧環(huán)境下制備)在實驗室取得了良好效果,但卻在臨床應用遇到很多瓶頸問題,如體內(nèi)誘導抗腫瘤免疫應答效應低、靜脈(5kPa)應用誘導Th2應答、局部皮內(nèi)或皮下(0.5-2.5kPa)注射回流能力差(能從注射局部遷移至淋巴結(jié)的DC不到5%)。這些現(xiàn)象提示我們,DC具有氧感受及適應機制,這種氧感受與適應可能影響DC的生物學行為進而影響免疫應答的性質(zhì)。然而目前關(guān)于DC的氧感受與適應的具體作用知之甚少,而且大部分DC功能的研究都是處于正常氧分壓條件下,不能夠很好的代表DC在機體不同組織局部的實際狀態(tài)。因此,本研究在第一部分首先建立了DC低氧(1%O2)誘導培養(yǎng)體系,并利用該體系研究低氧對DC生物學活性的影響。 DC發(fā)揮其生物學活性伴隨對不同氧分壓環(huán)境的感受及適應,然而其機制迄今研究尚少。細胞在低氧環(huán)境下顯著的代謝變化特征之一是腺苷的局部聚集,腺苷在具有局部低氧特征疾病的發(fā)生、發(fā)展過程中發(fā)揮重要作用。腺苷主要通過結(jié)合并激活細胞表面的與G蛋白偶聯(lián)的腺苷受體而發(fā)揮作用,目前已發(fā)現(xiàn)的腺苷受體有4種亞型,分別是A1、A2a、A2b和A3。A1、A3受體與Gi蛋白偶聯(lián),抑制腺苷酸環(huán)化酶(AC)的活性,減少cAMP的水平；A2a、A2b與Gs蛋白偶聯(lián),激活AC的活性,增加cAMP的水平。體外實驗研究表明腺苷能上調(diào)DC表面MHC和共刺激分子的表達,但卻以劑量依賴方式抑制DC釋放Th1型細胞因子TNF-α和IL-12,并且增強其Th2型細胞因子IL-10的分泌,提示腺苷可能通過激動DC表面某種類型的腺苷受體促使DC向Th2極化方向分化。所以在本研究的第二部分,我們利用腺苷受體亞型的特異性激動及拮抗劑,研究低氧影響DC極化表型和免疫應答類型的可能分子機制。 對組織不同氧壓微環(huán)境的適應可能是機體的一個重要的免疫調(diào)節(jié)機制,對免疫細胞適應局部組織不同氧壓微環(huán)境的研究對于合理制定疾病尤其是炎性感染和存在乏氧微環(huán)境的腫瘤的治療方案至關(guān)重要。本研究的結(jié)果不僅對闡明以Th2應答為主的炎癥的發(fā)生及調(diào)控機制提出了新的觀點,還將為腺苷受體拮抗劑治療相關(guān)炎癥、過敏性疾病及自身免疫性疾病提出新策略。 第一部分低氧微環(huán)境對樹突狀細胞功能的調(diào)控 目的：建立人外周血單核細胞來源DC的體外低氧誘導模型,探討低氧微環(huán)境對DC功能的調(diào)控,包括DC的遷移功能、細胞因子的分泌水平、未成熟DC的吞噬功能、成熟DC刺激T細胞增殖的能力以及促進初始T細胞極化的能力和方向、低氧對DC基因表達譜的影響。 方法： 1)人外周血單核細胞來源DC體外低氧誘導模型的建立：取健康志愿者外周血,密度梯度離心法獲取外周血單個核細胞,采用抗CD14磁珠分離純化外周血單核細胞。純化后的外周血單核細胞在含有IL-4、GM-CSF和10%胎牛血清的RPMI1640培養(yǎng)基中誘導培養(yǎng)。設(shè)置實驗組和對照組,實驗組設(shè)定氧分壓為1%。在誘導培養(yǎng)的第5天,加入LPS,繼續(xù)培養(yǎng)48小時刺激細胞成熟。分別在培養(yǎng)的第5天和7天收獲未成熟和成熟DC,進行后續(xù)實驗。 2)DC形態(tài)及表型鑒定：光學顯微鏡觀察細胞形態(tài),流式細胞儀檢測細胞表面特征性分子的表達。 3)未成熟DC吞噬功能及吞噬相關(guān)分子的檢測：將未成熟DC與FITC-dextran(1mg／ml)共同在常氧或低氧的條件下進行孵育,流式細胞儀檢測細胞DC的抗原攝取能力。同時將不同條件下誘導培養(yǎng)的未成熟DC與熒光標記的吞噬相關(guān)分子CD209,CD206和CD16抗體進行孵育,流式細胞儀檢測低氧微環(huán)境對DC抗原攝取相關(guān)分子的影響。 4)DC遷移功能及遷移相關(guān)分子的檢測：收集不同條件下培養(yǎng)的未成熟和成熟的DC,采用含有Matrigel的Transwell小室檢測低氧微環(huán)境對人外周血來源的樹突狀細胞遷移功能的影響。熒光實時定量PCR和Western blot分別從RNA和蛋白水平檢測低氧對DC基質(zhì)金屬蛋白酶MMP-9及其抑制劑TIMP-1表達的影響。明膠酶譜實驗檢測低氧對DC表達的基質(zhì)金屬蛋白酶MMP-2和MMP-9活性的影響。 5)DC分泌的細胞因子的檢測：收集不同條件下誘導培養(yǎng)的DC的培養(yǎng)上清,高速離心后采用懸浮芯片技術(shù)檢測細胞因子水平。 6)成熟DC刺激T細胞增殖能力的檢測：取健康志愿者外周血,密度梯度離心法獲取外周血單個核細胞,采用抗CD3磁珠分離純化外周血CD3+T細胞。純化后的CD3+T細胞與不同條件下誘導培養(yǎng)的成熟DC共培養(yǎng)96小時,檢測不同條件下誘導培養(yǎng)的DC對T細胞的刺激能力。同時收集共培養(yǎng)體系的細胞培養(yǎng)上清,高速離心后采用懸浮芯片技術(shù)檢測細胞因子水平。 7)成熟DC促進初始T細胞極化能力的檢測：取健康志愿者外周血,密度梯度離心法獲取外周血單個核細胞,采用抗CD4CD45R0磁珠分別分離純化外周血初始T細胞。純化后的初始T細胞(2×105／200μl)與不同條件下誘導培養(yǎng)的成熟DC(4×1045／200μl)共培養(yǎng),在培養(yǎng)的第5天加入IL-2,培養(yǎng)第9天加入PMA和離子霉素繼續(xù)培養(yǎng)24小時后,收集培養(yǎng)上清,懸浮芯片檢測IL-4和IFN-γ的分泌水平,判斷初始T細胞的極化方向。 8)DC基因表達譜檢測：收集不同條件下培養(yǎng)的未成熟和成熟的DC,提取RNA,逆轉(zhuǎn)錄,進行探針標記后,選用Affymetrix U133plus2.0基因表達譜芯片進行基因表達的檢測。 結(jié)果： 1)低氧條件下,單核細胞仍可被誘導成DC：顯微鏡下觀察常氧和低氧微環(huán)境下,人外周血來源的單核細胞在誘導培養(yǎng)的第5天均呈現(xiàn)未成熟DC的形態(tài)。加入LPS誘導后,細胞胞膜外根須進一步變長,為成熟DC形態(tài)。常氧和低氧微環(huán)境下誘導培養(yǎng)的DC,其細胞活力均高于92%。流式細胞儀檢測未成熟細胞表型為CD14-CDla+CD209+HLA-DR+CD86+,成熟細胞表型為CD14-CD1a+CD209+HLA-DR+ CD86+CD83+。但是低氧條件下誘導的DC,其CD40, HLA-DR, CD209和CCR7的表達低于常氧對照組。 2)低氧微環(huán)境對未成熟DC吞噬能力及吞噬相關(guān)分子的影響：低氧條件下誘導培養(yǎng)的未成熟DC,攝取FITC- dextran后,流式細胞儀檢測其熒光強度平均值為29.46,明顯低于常氧條件下誘導培養(yǎng)的未成熟DC(72.10)。低氧不影響吞噬相關(guān)分子CD206和CD16的表達,但是CD209的表達明顯下降。 3)低氧對DC遷移能力的影響：低氧條件下培養(yǎng)的DC,其遷移能力明顯低于常氧條件下誘導培養(yǎng)的DC(P0.05)。熒光實時定量PCR和Western blot結(jié)果顯示低氧誘導培養(yǎng)的DC MMP-9的表達水平明顯下降,但是TIMP-1的表達水平顯著升高。另外膜型基質(zhì)金屬蛋白酶MT1-MMP的表達水平也明顯下降。明膠酶譜實驗結(jié)果顯示低氧微環(huán)境誘導培養(yǎng)的DC分泌的MMP-9活性明顯低于常氧微環(huán)境下誘導培養(yǎng)的DC。 4)低氧微環(huán)境對DC細胞因子分泌的影響：低氧微環(huán)境不影響未成熟DC Th1型和Th2型細胞因子的分泌,但是低氧微環(huán)境下誘導培養(yǎng)的成熟DC,其Thl型細胞因子的分泌水平明顯低于常氧微環(huán)境下誘導培養(yǎng)的DC (TNF-α:常氧270.07±30.2 pg／ml,低氧175.7±25.34pg／ml；IFN-γ：常氧208.81±30.23pg／ml,低氧57.85±10.85pg／ml；IL-12p70：常氧100.01±5.6pg／ml,低氧37.23±7.6pg／ml)。低氧微環(huán)境明顯抑制DC趨化因子MCP-1和MIP-1β的分泌水平(MCP-1：常氧292.24±5.23pg／ml,低氧37.04±42.34pg／ml；MIP-1β：常氧175.97±10.21pg／ml,低氧57.51±15.25pg／ml)。 5)低氧微環(huán)境對成熟DC刺激T細胞應答能力的影響：CD3磁珠分選純化后,T細胞的純度可達到95%以上。低氧條件下誘導培養(yǎng)的成熟DC與T細胞共孵育后[3H]thymidine摻入量(3.7×104)明顯低于CD3+T細胞與常氧條件下誘導培養(yǎng)的DC共孵育后[3H]thymidine的摻入量(6.2×104)。在T細胞與低氧DC共培養(yǎng)體系中,IL-10和IL-4的分泌明顯升高(IL-10：常氧30.23±5.67pg／ml,低氧55.75±12.06pg／ml；IL-4：常氧2.34±0.96pg／ml,低氧14.78±2.31pg／ml),但是IFN-γ和IL-12p70的水平卻明顯低于T細胞與常氧DC共培養(yǎng)體系(IFN-γ：常氧635.24±35.12pg／ml,低氧169.45±45.26pg／ml；IL-12p70：常氧12.31±4.96pg／ml,低氧2.93±0.59pg／ml)6)低氧微環(huán)境對成熟DC促進T細胞極化能力的影響：低氧條件下誘導培養(yǎng)的成熟DC與初始T細胞共孵育后,IL-4的分泌量為24.49±5.61pg／ml,明顯高于常氧組(3.41±0.36 pg／ml)。但是IFN—γ的分泌水平明顯低于初始T細胞與常氧條件下誘導培養(yǎng)的成熟DC共孵育后的分泌水平(常氧：808.88±55.36pg／ml,低氧：161.7±8.76pg／ml)。 7)低氧微環(huán)境對DC基因表達譜的影響：在正常條件下誘導培養(yǎng)的未成熟DC中,有8067個基因表達為陽性,占所檢測基因的42.7%,成熟DC中有7551個基因表達,占所檢測基因的39.9%。按照差異率≥2的標準篩選差異基因,結(jié)果發(fā)現(xiàn),與常氧狀態(tài)下培養(yǎng)的未成熟DC相比,低氧狀態(tài)下誘導培養(yǎng)的成熟DC中有658個基因發(fā)生變化,占陽性檢測基因的3.48%。與常氧狀態(tài)下培養(yǎng)的成熟DC相比,低氧狀態(tài)下誘導培養(yǎng)的成熟DC中有896個基因發(fā)生變化,占陽性檢測基因的4.73%。這些基因設(shè)計DC的多個功能,包括抗原攝取和呈遞、DC遷移、細胞因子、低氧調(diào)控信號通路等。 結(jié)論： 1)在低氧微環(huán)境下,人外周血來源的單核細胞仍然能夠分化為未成熟和成熟的DC。但是低氧條件下誘導培養(yǎng)的DC其功能可能受到一定的影響。 2)低氧微環(huán)境抑制了未成熟DC的抗原攝取能力,未成熟DC其抗原攝取能力的降低可能與抗原攝取相關(guān)分子CD209的表達下降有關(guān)。 3)低氧微環(huán)境影響未成熟和成熟樹突狀細胞的遷移能力,低氧誘導培養(yǎng)DC遷移能力的降低可能與基質(zhì)金屬蛋白酶表達的水平以及活性降低有關(guān)。 4)低氧微環(huán)境下,成熟DC Th1型細胞因子的分泌明顯減少,同時低氧微環(huán)境下誘導培養(yǎng)的DC趨化因子的分泌水平明顯降低,可能影響其他炎性細胞向低氧區(qū)域趨化和遷移。 5)低氧抑制了DC刺激T細胞增殖的能力,與常氧條件下誘導培養(yǎng)的成熟DC相比,低氧條件下誘導培養(yǎng)的成熟DC促進初始T細胞向Th2的方向極化。 6)低氧通過調(diào)控DC的基因表達譜從而影響DC功能的發(fā)揮。 第二部分低氧微環(huán)境對樹突狀細胞功能調(diào)控作用機制的研究-腺苷及其受體對低氧DC功能的影響 目的：研究腺苷及其受體對低氧DC功能的影響,探討低氧微環(huán)境影響DC功能的作用機制。 方法： 1)人外周血單核細胞來源DC體外低氧誘導模型的建立：同第一部分。 2)腺苷及其受體對低氧DC功能的影響：分別在常氧和低氧條件下誘導培養(yǎng)人外周血單核細胞來源的DC,在誘導培養(yǎng)的第5天,加入LPS誘導成熟。在誘導成熟的過程中,分別加入適量的腺苷受體激動劑或阻斷劑,共同孵育48小時。檢測DC功能的變化,包括表面分子表達、細胞因子分泌、刺激T細胞增殖以及啟動初始T細胞極化的能力及極化類型。方法同第一部分。 3)DC胞內(nèi)cAMP水平檢測：酶聯(lián)免疫反應檢測DC胞內(nèi)cAMP的水平 4)HIF-1干擾RNA轉(zhuǎn)染：收集未成熟DC,利用NucleofectorTM原代細胞轉(zhuǎn)染技術(shù)將合成的HIF-1α干擾RNA轉(zhuǎn)入未成熟DC,培養(yǎng)4小時,在培養(yǎng)基中加入細胞因子及LPS,繼續(xù)培養(yǎng)48小時。收集細胞,檢測細胞表面腺苷受體的表達。同時收集細胞上清,懸浮芯片技術(shù)檢測細胞因子的分泌水平。 結(jié)果： 1)DC表面腺苷受體表達的檢測：低氧條件下誘導培養(yǎng)的成熟DC優(yōu)勢表達腺苷受體A2b。 2)腺苷及腺苷受體對DC細胞因子分泌的影響：在常氧條件下,腺苷能夠顯著抑制成熟DC IL-12p70和TNF-α的分泌量,同時IL-10的產(chǎn)生明顯升高(P0.05)。腺苷受體A2a激動劑CGS21680的作用跟腺苷的作用類似,同時腺苷對于常氧DC細胞因子分泌的影響作用能夠被腺苷受體A2a拮抗劑所阻斷。在低氧培養(yǎng)的成熟DC中,腺苷受體A2b拮抗劑MRS1754能夠提高低氧DC分泌IL-12p70和(?)[NF-α(P0.05)。 3)腺苷及腺苷受體特異性拮抗劑對DC極化特性的影響：當初始T細胞與腺苷處理的常氧DC共孵育時,IFN-γ的分泌量明顯下降(常氧：968.35±62.61pg／ml；常氧+腺苷：325.69±48.67pg／ml),而IL-4的分泌量則明顯上升(常氧：9.56±3.89pg／ml；常氧+腺苷：18.35±7.36pg／ml)。當初始T細胞與腺苷受體A2b拮抗劑MRS1754處理的低氧DC共孵育時,IFN-γ的分泌量明顯升高(低氧：189.68±36.54pg／ml；低氧+MRS1754：589.35±70.27pg／ml),而IL-4的分泌量則顯著下降(低氧：29.37±8.67 pg／ml；低氧+MRS1754：15.38±6.14pg／ml)。 4)低氧對DC細胞因子分泌的影響是cAMP依賴性的：低氧條件下誘導培養(yǎng)的成熟DC中cAMP的水平明顯高于常氧誘導培養(yǎng)的成熟DC(常氧：3.25±0.85pmol／l；低氧：7.02±2.05pmol／l；P0.05)。腺苷受體A2b特異性阻斷劑MRS1754能夠顯著降低低氧成熟DC中cAMP的水平(低氧：7.02±2.05pmol／l；低氧+MRS1754：4.05±1.08 pmol／l)。腺營酸環(huán)化酶激動劑forskolin能夠促進常氧DC中cAMP的升高(6.68±2.23 pmol／l),降低IL-12的分泌(常氧：28.68±6.39pg／ml；常氧+forskolin:15.68±3.75pg／ml),在低氧條件下,腺苷酸環(huán)化酶抑制劑SQ22536能夠促進低氧DC中IL-12p70的分泌(低氧：12.36±3.36pg／ml；低氧+SQ22536：16.89±5.23pg／ml)。 5)低氧DC腺苷受體A2b的優(yōu)勢表達是HIF-α依賴性的：低氧誘導的未成熟和成熟DC中,均檢測到HIF-1α的表達,而且在成熟DC中,HIF-1α的表達量明顯高于未成熟DC。利用NucleofectorTM原代細胞轉(zhuǎn)染技術(shù)對低氧成熟DC進行針對HIF-1α的RNA干擾后,HIF-1α的表達明顯降低(P0.05)。HIF-1α的表達被干擾后,腺苷受體A2b的表達也明顯下降(P0.05)。同時,DC分泌的上清中,IL-12p70的表達明顯高于未干擾組,而IL-10的表達則明顯下降(P0.05)。 結(jié)論： 1)低氧微環(huán)境影響了成熟DC中腺苷受體的表達模式,同時也提示在不同的氧分壓條件下,腺苷對于DC功能的影響可能是通過不同的受體發(fā)揮作用的。 2)腺苷通過不同的受體影響成熟DC細胞因子的分泌,在低氧條件下,腺苷受體A2b參與調(diào)節(jié)成熟DC細胞因子的分泌。 3)低氧通過腺苷受體A2b影響成熟DC細胞因子的分泌模式從而促使初始T細胞向Th2的方向極化。 4)低氧條件下DC功能的改變可能與腺苷受體A2b及第二信使cAMP的升高有關(guān)。低氧微環(huán)境對成熟DC IL-12p70分泌的影響是通過升高的腺苷受體A2b與Gs蛋白偶聯(lián)后,激活腺苷酸環(huán)化酶(AC)的活性,增加信號轉(zhuǎn)導第二信使cAMP的水平引起的。 5)低氧條件下成熟DC中腺苷受體A2b的優(yōu)勢表達依賴于HIF-1α的穩(wěn)定表達。
【學位授予單位】：山東大學
【學位級別】：博士
【學位授予年份】：2010
【分類號】：R392
【圖文】：

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9 張珠華;李曉永;林寧;張洪梅;杜世春;蘇青;;氯化鈷誘導低氧上調(diào)3T3-L1脂肪細胞MCP-1的表達[A];中華醫(yī)學會第十次全國內(nèi)分泌學學術(shù)會議論文匯編[C];2011年

10 盧巍;康健;;間歇低氧通過JNK信號轉(zhuǎn)導通路誘導大鼠INS-1細胞凋亡[A];中華醫(yī)學會呼吸病學年會——2011（第十二次全國呼吸病學學術(shù)會議）論文匯編[C];2011年

相關(guān)重要報紙文章 前10條

1 北京體育大學科研中心教授 胡揚;低氧運動也很棒[N];健康報;2010年

2 天津醫(yī)科大學總醫(yī)院呼吸科教授 陳寶元邋劉道安 整理;間歇低氧危害更大[N];健康報;2007年

3 ;低氧健身好處多[N];中國中醫(yī)藥報;2003年

4 李慶;健身新概念：低氧運動[N];工人日報;2000年

5 ;鈉尿肽防治低氧性心臟病[N];中國醫(yī)藥報;2004年

6 胡娟邋王超 王啟軍;您適合去西藏嗎[N];健康報;2007年

7 ;恐龍興盛 可能低氧所致[N];新華每日電訊;2003年

8 吳明;低氧鈦合金粉末項目啟動[N];中國物資報;2000年

9 劉工;運動著時尚著[N];衛(wèi)生與生活報;2005年

10 吳劉佳;通過調(diào)節(jié)信號通路可抑制低氧肺動脈高壓[N];中國醫(yī)藥報;2009年

相關(guān)博士學位論文 前10條

1 楊美香;低氧微環(huán)境對樹突狀細胞功能調(diào)控及其作用機制的研究[D];山東大學;2010年

2 孫慶佳;周期性低氧誘導喉癌細胞化療抵抗的作用機制[D];吉林大學;2012年

3 沈凌;黃芪對低氧環(huán)境下血管內(nèi)皮細胞生長因子/基質(zhì)細胞衍生因子-1誘導人骨髓間充質(zhì)干細胞分化、遷移的干預作用的研究[D];北京中醫(yī)藥大學;2010年

4 黃姣;低氧微環(huán)境對骨髓間充質(zhì)干細胞成骨分化影響的研究[D];重慶醫(yī)科大學;2012年

5 任婷婷;DDR2在腫瘤低氧適應中的作用研究[D];第四軍醫(yī)大學;2010年

6 王茂鑫;喉癌干細胞在低氧介導的喉癌放療抵抗中的作用[D];中國人民解放軍軍醫(yī)進修學院;2012年

7 王海濤;低氧環(huán)境模擬醫(yī)學研究平臺建立與應用研究[D];山東大學;2011年

8 周偉;睡眠呼吸暫停模式間歇低氧大鼠氧化應激機制的研究[D];天津醫(yī)科大學;2012年

9 張志遠;Hedgehog信號通路在低氧肺血管重建中的作用及機制研究[D];第三軍醫(yī)大學;2009年

10 馬慧娟;活性氧在慢性間歇性低壓低氧適應性心臟保護形成中的作用和機制[D];河北醫(yī)科大學;2012年

相關(guān)碩士學位論文 前10條

1 郝淑玲;腎上腺髓質(zhì)素對低氧和轉(zhuǎn)化生長因子β1促成纖維細胞增殖、膠原合成的影響及機制[D];第三軍醫(yī)大學;2004年

2 李曉娜;FHL-1在低氧肺血管平滑肌細胞中的表達[D];華中科技大學;2009年

3 侯振海;單純低氧及低氧復合運動對骨骼肌影響的實驗研究[D];第一軍醫(yī)大學;2004年

4 李津娜;慢性阻塞性肺疾病患者睡眠低氧的影響因素的研究[D];天津醫(yī)科大學;2004年

5 徐彩霞;濕熱環(huán)境下燙傷兔早期低氧血癥的實驗研究[D];第一軍醫(yī)大學;2004年

6 魯沈源;慢性間歇低氧和復氧對非肥胖型大鼠糖代謝的影響[D];復旦大學;2010年

7 郭海濤;血管鈉肽對低氧促心成纖維細胞生長的抑制作用及其機制[D];第四軍醫(yī)大學;2001年

8 王暉;低氧預適應對小鼠有氧運動能力的影響[D];華東師范大學;2004年

9 趙彤;低氧對神經(jīng)干細胞增殖和代謝的影響及miR-21的表達和作用的研究[D];中國人民解放軍軍事醫(yī)學科學院;2010年

10 蔣光元;rhEPO預處理對低氧損傷膠質(zhì)細胞MMP-9表達的影響[D];重慶醫(yī)科大學;2010年

本文編號：2783438